Wasser ausgeschwemmt und weiterbehandelt. Dagegen werden nasse Sphagnen am besten schon an Ort und Stelle ausgequetscht, wobei man das heraustropfende Wasser in einer untergehaltenen Schale auffängt und dann in ein Probenglas umgießt. Zweck- mäßig fügt man einige Stengel des Torfmooses zur evtl. Bestimmung bei. Kann die mikroskopische Untersuchung erst nach längerer Zeit stattfinden, setzt man etwas Formol zur Konservierung zu. Da viele Rhizopoden-Arten im Schlamm von Kleingewässern (Tümpel und Weiher) leben, gilt diesen unser besonderes Interesse. Auch hier ist die Entnahme der Proben sehr einfach, wenn auch, wie Penard beschreibt, manchmal seine Stie- fel, ja sogar seine. Knie an diesem Abenteuer teilhatten. Doch kann man diesem Übel meist durch vorheriges Ausbreiten einer Kunststofl-Folie abhelfen. Ein mit dem Daumen verschlossenes Probenglas wird langsam bis kurz über die Schlammschicht gebracht, so daß beim Wegnehmen des Daumens das Wasser mit dem oberflächlichen Schlamm in das Glas einströmen kann. Nach Entleerung in ein größeres, möglichst hohes Glas wird dieser Vorgang 4—5mal wiederholt. Das gesammelte Material läßt inan nun einige Minuten absetzen, um eine weitgehende Anreicherung zu bekommen. In der Zwischenzeit können wir nun die Messungen (pH-Wert, Temperatur) anstel- len und das Protokoll führen. Danach dekantieren wir das überschüssige Wasser vor- sichtig und füllen den Bodensatz in ein kleineres Probenglas um. In größeren Gewässern mit breiter Uferzone wird man sich meist auf das Erbeuten von Wasserpflanzen beschränken. Dabei muß sich die Methodik weitgehend nach den jeweiligen Beständen richten. Steht ein Boot zur Verfügung, können wir mit großem Erfolg ein an einem Stock befestigtes Schilfmesser benutzen. Die abgeschnit- tenen Stengel werden am besten mit der Schere in Stücke zerschnitten und in größe- ren, mit Wasser gefüllten Gläsern transportiert. Auch ein sog. Pfahlkratzer kann gute Dienste leisten. Muß man vom Ufer aus arbeiten, ist die Verwendung eines Wurf- hakens zu empfehlen, mit dem man bei etwas Übung sonst nicht erreichbare Pflanzen- teile erreichen kann. Mit einer Ausnahme sind alle Wasserpflanzen als Substrat für die Rhizopoden sehr geeignet, gleichgültig, ob es sich um Blätter der Laichkräuter, die Stengel des Schilfes oder die Blattunterseiten der Seerosen handelt. Fast immer wira man hier eine größere Anzahl von Thekamöben erbeuten können. Die Aus nahme bilden lediglich die schachtelhalmartigen Stengel der Armleuchteralgen (Chara), die mit einer dicken Kalkschicht überzogen sind und deshalb als Lebens- raum für Wurzelfüßer ungeeignet sind. Das freie Wasser eines Sees bietet für die Untersuchung wenig Möglichkeiten, da nur einige wenige Arten planktisch leben (z.B. Difflugia hydrostatica). Dagegen kann der Tiefenschlamm der Seen eine größere Anzahl von Thekamöben beherbergen, wie dies der Altmeister Penard mit seinen umfangreichen Untersuchungen im Genfer See gezeigt hat. Auch in den Tiefen aller anderen Gebirgsseen ist eine ähn- liche Zusammensetzung zu erwarten. In den nährstoflreichen Seen der norddeutschen Tiefebene fehlt eine solche Besiedlung oder ist zumindest weniger stark ausgebildet, da sich hier die starke Fäulnis des Schlammes hemmend auswirkt. Zur Untersuchung der Oberfläche des Tiefenschlammes benötigt man schon etwas umfangreichere Arbeitsgeräte. Auch wenn z.B. Bodengreifer oder Schlammlote nicht zur Verfügung stehen, kann man sich Hilfsgeräte selbst herstellen oder anfertigen lassen, die eine Entnahme der obersten Schlammschichten ermög- lichen und z. T. bessere Ergebnisse liefern als komplizierte und daher teure Geräte. So beschreibt Penard sehr eingehend, wie er solches Material aus der Tiefe holte. Er bediente sich dabei eines 14 cm langen und 6 cm breiten Metallbehälters, der, an 24 die richtige Vietenlage zu sichern, befestigte er etwa 1 Meter oberhalb des Behälters ein Gewicht von etwa 500 Gramm. Mit dieser einfachen Apparatur erhielt er durchaus ‚gute Ergebnisse. Ob und wieweit Veränderungen anzubringen sind, wird sich bei der praktischen Arbeit bald zeigen. Genauere Hinweise können hier nicht gegeben wer. den, da die Zusammensetzung und Struktur des jeweiligen Sedimentes zu unter- schiedlich sind. Zum Schluß möchte ich noch auf einige Kleinstgewässer hinweisen, deren Untersuchung sehr einfach und interessant ist. Ich denke dabei an wassererfüllte Baumhöhlen, wie sie überall zu finden sind, aber auch an die mit Wasser angefüllten Rosetten der Bromeliaceen, jener tropischen Pflanzenfamilic, die häufig in unseren Gewächshäusern gezogen wird. In diesen Pflanzengewässern (Phytotelmen) findet man meist neben zahlreichen Krebschen und anderen Mikroorganismen eine Anzahl von Rhizopoden. Auch die Wasserbecken der Warmhäuser sind lohnende Objekte für derartige Untersuchungen. Abschließend soll nochmals betont werden, daß bei jeder Probenentnahme ein möglichst genaues Protokoll geführt werden soll, aus dem alle Einzelheiten vom Sub- strat bis zum pH-Wert entnommen werden können. Je ausführlicher das Protokoll desto leichter ist später die Auswertung! ” Aufbereitung des Materials Die auf den Exkursionen gesammelten Proben werden nun im Hause weiter be- arbeitet. Dabei müssen wir auch hier wieder unterschiedlich vorgehen, je nachdem, aus welchen Biotopen (Lebensräumen) die Proben stammen. Prinzipiell empfiehlt es sich aber, die eine Hälfte des Materials für spätere Untersuchungen mit Formol zu kon- servieren, während der andere Teil für die Lebendbeobachtung erhalten bleibt. Aus der Art der Bestimmungsmerkmale ergibt sich schon von selbst, daß der Lebend- untersuchung der Vorrang zukommt, auch wenn dies manchmal mühevoll sein mag. Bei den ausgequetschten Sphagnum- und Moosproben wie auch den Schlammproben von Kleingewässern bereitet die Aufbereitung keine Schwierigkeit Bei der Kleinheit der Rhizopoden kommt es vor allem darauf an, das Material anzu reichern. Dazu bedienen wir uns eines engmaschigen Drahtgewebes mit einer Ma- schenweite von etwa 0,5— 0,6. mm. Beim Durchgießen werden die groben Bestandteile zurückgehalten, während die aufgefangene Flüssigkeit neben anderen Partikelchen auch die Rhizopoden enthält. Diese Flüssigkeit wird nun in kleine Glasschälchen gegossen, die mit einer Glasscheibe zum Schutze gegen Verdunstung und Ver- schmutzung abgedeckt werden. Bei längerer Aufbewahrung empfiehlt es sich, die Glasschälchen in mit Wasser gefüllte Schalen einzustellen. Mitgebrachte Torfmoos- polster werden in großen Glasschalen oder Gläsern vor Sonne geschützt aufbewahrt und gelegentlich mit Regenwasser befeuchtet. Wenn man sie mit Glasscheiben ab- det, kann man sie monatelang aufbewahren und daraus jederzeit neues Tier. material entnehmen. Bei trockeneren Moosen, die sich nidıt ausquetschen ließen, muß man vor der Weiterverarbeitung die Polster einige Zeit in Wasser voll- saugen lassen und kann erst dann ausquetschen. Eine längere Aufbewahrung des geschlämmten Materials ist nicht ratsam, da es sich hier meist um trockenheits- liebende Arten handelt, die im Wasser mır kurze Zeit lebensfähig sind. Bei längerer Aufbewahrung dürfen die Polster natürlich auch nur mäßig feucht gehalten werden. Etwas schwieriger ist schon die Anreicherung der Schlammproben. Hier hilft man sich mit einem etwa 20 cm hohen Standzylinder, in den man das Material 25